Organizm człowiek stanowi bardzo skomplikowany układ, złożony z bilionów współdziałających ze sobą komórek tworzących tkanki i organy. Współczesna wiedza każe dołączyć do tego obrazu jeszcze większą liczbę bakterii zasiedlających naszą skórę, nabłonki jamy ustnej, nosa, a przede wszystkim układ pokarmowy. Stąd w ostatnich latach zaczęto stosować pojęcie superorganizmu jako określenie całego interaktywnego kompleksu komórek organizmu człowieka oraz jego mikrosystemu. W 2001 roku Joshua Lederberg zaproponował pojęcie mikrobiom na określenie całości ekosystemu komensalnych, symbiotycznych i chorobotwórczych drobnoustrojów obecnych w organizmie człowieka.

Stwierdzono, że 1 – 2 % masy ciała człowieka stanowią bakterie, przy czym szacuje się, że ludzki organizm zasiedla około 1014 bakterii. Liczba ta jest dziesięć razy większa niż suma wszystkich własnych komórek organizmu człowieka. Dysproporcja ta jeszcze się zwiększa, gdy uwzględnimy obecność związanych z bakteriami bakteriofagów, których liczbę szacuje się na jeszcze 10 razy większą niż liczba obecnych w organizmie człowieka bakterii. Tak więc gdyby uwzględniać jedynie proporcję liczby komórek, można by powie­dzieć, że organizm ludzki w większości należy do królestwa Procaryota– czyli  grupy organizmów, które nie mają jądra komórkowego.

Mogłoby się wydawać, że ogromny (w porównaniu do bakteryjnego) genom tak skom­plikowanego metabolicznie i funkcjonalnie organizmu jakim jest człowiek, zawiera ogromną liczbę genów. Zanim ukończono realizację projektu HGP (Human Genome Project) wielu badaczy szacowało liczbę „ludzkich” genów na 100 tysięcy. Jednak zsekwencjonowanie całego genomu człowieka pokazało, że w znacznej większości składa się on z sekwencji niekodujących, zaś sekwencji genowych wykryto jedynie 20 tysięcy, czyli mniej więcej tyle ile zawiera genom muszki owocowej. Zupełnie odwrotna sytuacja ma miejsce w ge­nomach bakterii, które są bardzo gęsto upakowanie, a sekwencje kolejnych genów często wręcz zachodzą na siebie. Z analiz metagenomowych wynika, że liczba unikatowych genów bakterii zasiedlających organizm człowieka wynosi około 3,3 miliona, więc około 150-krot­nie przewyższa liczbę naszych własnych genów. Tak duża liczba genów przekłada się na ogromny potencjał, np. metaboliczny. Potwierdza to konieczność całościowego patrzenia na organizm człowieka, w którym zamieszkujące go mikroorganizmy mogą nadawać mu cechy, których sam nie byłby w stanie rozwinąć.

Szacuje się, że spośród wszystkich gatunków bakterii zasiedlających naszą planetę potrafimy wyhodować jedynie mikroorganizmy zaliczane do około 1% z nich. W przypadku bakterii zasiedlających ludzki organizm sytuacja jest dużo lepsza, gdyż liczbę gatunków bakterii możliwych do wyhodowania in vitro ocenia się na 20%. Liczby te pokazują jednak ogrom naszej mikrobiologicznej niewiedzy. Najnowsze techniki biologii molekularnej oparte o analizy metagenomowe pozwalają klonować i sekwencjonować całe genomy bakterii izo­lowane bezpośrednio ze środowiska, zaś późniejsze określanie przynależności gatunkowej umożliwia analiza sekwencji kodującej 16S rRNA. W oparciu o powyższe techniki w 2007 roku zainicjowany został pięcioletni projekt (rozpoczęty w 2009 roku) nazwany „Human Microbiome Projekt”, mający na celu zsekwencjonowanie kompletnego mikrobiomu pochodzącego od 250 osób, a także zbadanie złożonych interakcji zachodzących między mikrobiomem a organizmem człowieka .

Największa liczba bakterii oraz ich różnorodność obserwowana jest w przewodzie pokarmowym zwierząt i człowieka. Jest ich tak dużo, że ich genomy określa się czasami trzecim (po jądrowym i mitochondrialnym) głównym genomem ssaków. Jednocześnie ocena się, że to właśnie jelita stanowią najbardziej skomplikowany i najgęstszy ekosystem bakteryjny ze wszystkich dotychczas poznanych. Wpływ na to ma bardzo wiele czynników. Ze względu na duże pofałdowanie, jelita posiadają ogromną powierzchnię ocenianą na 200m2. Dodatkowo układ pokarmowy zapewnia stabilne warunki pod względem wilgotności czy temperatury oraz, ze względu na swoją funkcję, jest bardzo bogaty w różne związki mogące być wykorzystane jako składniki odżywcze przez bakterie .

W składzie mikrobiota jelit przeważają bakterie beztlenowe, które są o 2-3 rzędy wiel­kości bardziej liczne niż względne beztlenowce i bakterie tlenowe. Dwa dominujące typy to Bacteroidetes oraz Firmicutes. Szacuje się, że u jednego osobnika występuje jednocześnie około 1000 gatunków. Jednak, biorąc pod uwagę bardzo dużą zmienność międzyosob­niczą składu gatunkowego mikrobiota jelit, całkowitą liczbę gatunków zasiedlającą jelita ludzi ocenia się na 35 tysięcy .

Mikroflora jelitowa człowieka zmienia się na różnych odcinkach przewodu pokar­mowego. Najmniej bakterii występuje w żołądku (około 101 bakterii/g), gdzie ze względu na bardzo niskie pH panują najtrudniejsze warunki do wzrostu bakterii. W dwunastnicy liczba bakterii szacowana jest już na 103/g i zwiększa się stopniowo w każdym kolejnym odcinku jelita osiągając liczbę 1012/g w okrężnicy. Frank i wsp. porównali skład mikroflory z wycinków różnych fragmentów przewodu pokarmowego wykazując jego dużą zmienność. Żołądek jest zasiedlony przede wszystkim przez bakterie z rodzajów Lac­tobacillus, Veillonella, Helicobacter. Jelito cienkie zamieszkują głównie bakterie z klasy Bacilli, z rodziny Streptococcaceae oraz z klasy Actinobacteria, z rodzin Actinomycinaeae oraz Corynebacteriaceae. W jelicie grubym natomiast dominuje klasa Bacteroidetes oraz bakterie z rodziny Lechnospiraceae. Przytoczone badanie dotyczyło jednak przede wszyst­kim bakterii zasiedlających powierzchnię nabłonka, która jest pokryta grubą warstwą śluzu oddzielającą go od światła jelita. Swidsinski i wsp. z warstwy nabłonka i śluzu jelita cienkiego wyizolowali bakterie z rodzajów Clostridium, Lactobacillus i Enterococcus, na­tomiast w kale badanych osób wykryto dodatkowo pałeczki Enterobacteriaceae, bakterie z rodzaju Streptococcus, Bacteroides czy Bifidobacterium. Pokazuje to jak zmienna jest mikroflora przewodu pokarmowego zarówno w warstwie śluzu jelitowego jak i w treści jelita.

Skład mikrobiota przewodu pokarmowego zmienia się także w czasie życia człowieka. Jałowy przewód pokarmowy noworodka zostaje skolonizowany przez mikroorganizmy zaraz po narodzinach, a istotną rolę w tym procesie odgrywa mikroflora dróg rodnych mat­ki. W ciągu pierwszego roku życia, mikroflora ta jest relatywnie nieliczna, słabo zróżnicowana i ulega ciągłym zmianom. Związane jest to między innymi z dość jednolitym pokarmem spożywanym przez noworodki. W miarę dorastania ilość i zróżnicowanie bakterii ulega wzrostowi, a skład mikrobiomu jelit staje się bardzo stabilny.

Z licznych badań wynika, że na kształt mikrobiomu przewodu pokarmowego ma wpływ bardzo wiele czynników takich jak dieta, środowisko, styl życia czy uwarunkowania gene­tyczne gospodarza. Porównanie kompozycji gatunkowej wykazało jej duże podobieństwo na poziomie typu, choć proporcje głównych grup mogą się różnić między osobnikami. Analiza na poziomie rodzaju i gatunku wykazuje już bardzo dużą zmienność . Wydaje się więc, że presja selekcyjna może dotyczyć jedynie konkretnych typów mikroorganizmów, a określona funkcja w przewodzie pokarmowym może być spełniana przez różne gatunki z danego typu. Ciekawe wnioski płyną z badania przeprowadzonego na 154 osobach w ramach projektu HMP. Okazało się, że pochodzenie i skład gatunkowy mikrobiomu u każdej z osób był różny, jednak zidentyfikowano zestaw genów wspólny dla osób bada­nych . Nasuwa to wniosek, że ludzie posiadają wspólny mikrobiom, jednak nie na poziomie gatunkowym lecz genetycznym.

INTERAKCJE MIĘDZY MIKROBIOMEM JELIT A ORGANIZMEM

Organizm człowieka oraz jego mikrobiom koewoluowały od tysięcy lat, co wiązało się z wytworzeniem wielu zależności i przystosowań. Badania prowadzone na gnotobio­tycznych zwierzętach (pozbawionych flory mikrobiologicznej) wskazują na bardzo istotną rolę mikrobiomu w rozwoju organizmu oraz fizjologię gospodarza. Zauważono, że po­wierzchnia jelit tych zwierząt była zmniejszona, mniejsze były kosmki jelitowe, zaś jelito ślepe było powiększone . U badanych zwierząt stwierdzono także nieprawidłową perystaltykę w obrębie układu pokarmowego jak też zmniejszone wchłanianie składników pokarmowych i zaburzenia w homeostazie cholesterolu . Gospodarka cholesterolowa może być regulowana przez bakterie jelitowe w wyniku hydrolizy kwasów żółciowych przez wytwarzane przez nie hydrolazy. Kwasy żółciowe natomiast odpowiadają za regulowanie poziomu cholesterolu, a ponadto odpowiadają za takie procesy fizjologiczne jak adsorpcja lipidów czy własna biosynteza.

Mikrobiom jelit może wpływać na odżywienie organizmu nie tylko poprzez regulowanie apetytu, lecz przede wszystkim wspierając metabolizm człowieka w trawieniu bardzo licz­nych, niedostępnych w inny sposób dla człowieka i zwierząt związków takich jak celuloza, pektyny czy lignina. Związki te są przekształcane w cukry proste lub krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe. Z badań wynika, że działalność metaboliczna jelitowego mikrobiomu może dostarczać nawet 10% energii . Ciekawym przykładem może tu być Bifidobacterium longum subs. infantis kolonizujący jelita noworodków i rozkładający cukry HMO (Human milk oligosaccharider) nierozkładane przez enzymy trawienne. Bakterie dostarczają jednak nie tylko składników odżywczych, lecz także niezbędne dla człowieka witaminy takie jak K, B1, B6, B12 czy kwas foliowy. Jednym z ważniejszych związków pochodzenia bakteryjnego jest maślan, który jest preferowanym źródłem energii dla 226 komó­rek jelita grubego, a jego obecność związana jest z proliferacją komórek nabłonka, Wydaje się, że jest on także powiązany z występowaniem stanów zapalnych czy nowotworów jelit . Co ciekawe, obecność maślanu stymuluje wytwarzanie katelicydyny – peptydu o właściwościach przeciwbakteryjnych. W ten sposób maślan spełnia rolę indykatora, dzięki któremu organizm „wyczuwa” stopień wzrostu flory bakteryjnej i zabezpiecza się przed jej nadmiernym rozrostem. Takie wzajemne interakcje pomagają w zachowaniu homeostazy przewodu pokarmowego.

 

HOMEOSTAZA PRZEWODU POKARMOWEGO

Zachowanie homeostazy przewodu pokarmowego jest bardzo istotne, ale i niezwykle skomplikowane. Z jednej strony organizm człowieka czerpie bardzo dużo korzyści, a w wielu aspektach jest wręcz uzależniony od występowania prawidłowej flory bakteryjnej. Z dru­giej strony bakterie komensalne nie różnią się w znaczący sposób od bakterii patogennych i składniki takie jak LPS, peptydoglikan czy kwasy lipotejchojowe są tak samo rozpozna­wane przez receptory TLR (Tool-like receptor). Receptory te biorą udział w stymulowaniu odpowiedzi immunologicznej poprzez stymulację produkcji cytokin prozapalnych . Aktywacji ulega też czynnik transkrypcyjny NF-κB prowadząc m.in. do produkcji przez enterocyty białek przeciwbakteryjnych – defensyn. Komórki nabłonka są zdolne do produkcji także innych substancji przeciwbakteryjnych takich jak lizozym czy fosfolipaza .

Bakterie komensalne wykształciły szereg przystosowań i interakcji z organizmem gospo­darza pozwalających im przetrwać i skolonizować przewód pokarmowy. Przykładem takich interakcji mogą być bakterie Bifidobacterium longum oraz Bacteroides thetaiotaomicron, które razem mogą obniżać ekspresję genów odpowiedzialnych za zwalczanie bakterii Gram­-dodatnich . Pałeczki Bifidobacterium mogą też hamować sygnał stymulujący wytwarzanie lektyny RegIIIγ, będącego następstwem aktywacji receptorów TLR. Innym przykładem na hamowanie odpowiedzi immunologicznej są niektóre ziarenkowce z rodzaju Enterococcus mające zdolność do indukcji ekspresji genów odpowiedzialnych za wytwarzanie IL-10, mającej działanie przeciwzapalne. Niektóre bakterie potrafią nie tylko uchronić się przed odpowiedzią immunologiczną gospodarza, ale także powodować wytwarzanie przez organizm niezbędnych dla nich rozwoju składników pokarmowych, takich jak fukoza. Przykładem może być tu Bacteroides thetaiotaomicron, który wykorzystuje ten cukier jako źródło węgla. Stymuluje więc on organizm gospodarza do wytwarzania fukozylo­transferazy w wyniku czego wytwarzane są fukozylowane glikany (zamiast sialowane).

Bardzo istotną funkcją mikrobiomu przewodu pokarmowego jest jego ochrona przed bakteriami patogennymi. Bakterie komensalne, poprzez odpowiednie sygnały, mogą wzmac­niać integralność nabłonka jelit, stymulować tempo proliferacji enterocytów czy stymulować wytwarzanie mucyny. Stymulują też wytwarzanie przeciwciał sekrecyjnych klasy sIgA oraz antybakteryjnych, kationowych peptydów CAMPs (Cationic antimicrobial peptides). Pozwala to trzymać mikroorganizmy przewodu pokarmowego „na dystans”. Wykryto, iż zaliczane do typu Firmicutes, niedające się hodować in vitro bakterie określane jako SFB (Segmented filamentous bacteria) kolonizujące jelito, poprzez stymulowanie wytwarzania antybakteryjnych peptydów, mogą zwiększać odporność organizmu na zakażenia Citrobac­

ter rodentium oraz bakteriami z rodzajów Salmonella i Enterococcus. W badaniach przeprowadzonych na królikach stwierdzono, że bakterie te blokowały także kolonizację przewodu pokarmowego przez patogenne szczepy E. coli.

OCHRONNA FUNKCJA MIKROBIOMU JELIT

Mikroflora komensalna potrafi bezpośrednio chronić organizm człowieka przed pato­genami. Jednym z głównych mechanizmów obronnych jest zajmowanie niszy ekologicznej utrudniające bakteriom patogennym dotarcie do warstwy nabłonka jelita. Równocześnie liczne bakterie komensalne blokują receptory rozpoznawane przez bakterie patogenne. Przykładem może być tu Lactobacillus plantarum, stosowany często jako probiotyk, który wykorzystuje do adhezji receptory mannozowe. Te same receptory są niezbędne do adhezji enteropatogennych szczepów Escherichia coli.

Bakterie komensalne konkurują z patogenami także o składniki pokarmowe. Wykryto, iż zmiany w składzie węglowodanów dostępnych w przewodzie pokarmowym zależne są od składu mikroflory przewodu pokarmowego i mogą wiązać się ze wzrostem podatności na infekcje. Stwierdzono także, że maślan (wytwarzany przez mikroflorę jelit) może hamować ekspresję genów odpowiedzialnych za inwazyjność szczepów Salmonella Typhi­murium,. Równocześnie związek ten może stymulować adhezję enterokrwotocznych szczepów E. coli (EHEC) do kolonocytów poprzez aktywację genów wyspy patogenności. Wykazano też, iż bakterie z rodzajów Lactobacillus oraz Bifidobacterium mogą zapo­biegać infekcjom wywoływanym przez pałeczki Listeria. Bakterie komensalne mogą także wytwarzać związki bezpośrednio zwalczające mikroflorę patogenną. Produkowany przez szczepy z rodzaju Lactobacillus kwas mlekowy może hamować wzrost wielu bakterii oraz współuczestniczy w uszkadzaniu bakteryjnej błony zewnętrznej

.

DYSBIOZY

Całość tej bardzo skomplikowanej sieci interakcji występujących między mikrobio­mem a organizmem człowieka, może przypominać stan w fizyce nazywany równowagą chwiejną. Każde gwałtowne zmiany w składzie mikroflory przewodu pokarmowego, zwane dysbiozą, mogą wiązać się z wystąpieniem objawów chorobowych. Wydaje się, że mikrobiom przewodu pokarmowego może leżeć u podłoża takich przewlekłych schorzeń jak nieswoiste zapalenia jelit (IBD), do których zalicza się chorobę Leśniowskiego – Crohna czy wrzodziejące zapalenie jelita grubego. Jednakże jednoznaczne powiązanie IBD ze zmianami w mikrobiomie jelit nie jest proste, gdyż zmiany te mogą być w równym stopniu przyczyną co skutkiem wystąpienia objawów chorobowych. Badania prowadzone z wy­korzystaniem zwierząt niewytwarzających limfocytów T i B pozwoliły udowodnić wpływ takich bakterii jak Helicobacter hepaticus na powstawanie objawów IBD. Zauważono także zmianę w proporcji Gram-dodatniej (szczególnie Clostridium leptum) i Gram-ujemnej flory przewodu pokarmowego, szczególnie z typu Bacteroidetes. Wydaje się, że nadmierna ilość bakterii Gram-ujemnych, które przez obecność ściany lipopolisacharydowej silniej oddziałują na system immunologiczny, może wywoływać IBD. Szczególne znaczenie w wywoływaniu choroby Leśniowskiego – Crohna mogą mieć pałeczki Escherichia coli należące do patotypu nazwanego adherent-invasive Escherichia coli (AIEC). Szczepy te odgrywają istotną rolę w pierwotnym stadium choroby poprzez przyleganie i inwazję do komórek nabłonka związane z indukcją stanu zapalnego . W wielu przypadkach można więc je uznać za pierwotny czynnik etiologiczny choroby.

Wydaje się, że dysbiozy przewodu pokarmowego mogą być związane także z powsta­waniem zmian nowotworowych. Na proces kancerogenezy związany z dysbiozą może działać kilka mechanizmów takich jak zachwianie równowagi sygnałów stymulujących i hamujących rozwój stanu zapalnego, efekt cytotoksyczny i związane z nim nadmierna proliferacja komórek nabłonka oraz wytwarzanie przez mikroorganizmy toksycznych, pośrednich produktów metabolizmu, które mogą uszkadzać komórki nabłonka .

PRZYCZYNY DYSBIOZY

Do zmiany struktury mikrobiomu przewodu pokarmowego może prowadzić wiele różnych czynników. Należą do nich m.in. zmiana diety i związana z nią zmiana dostępnych składników odżywczych, zmiany funkcjonowania układu immunologicznego np. w wyniku zmiany trybu życia, stresu i oczywiście antybiotykoterapia.

Jednym z najistotniejszych czynników prowadzących do dysbiozy jest terapia anty­biotykowa. Z wielu względów takich jak potrzeba bardzo szybkiego podania leku, nie wy­konanie posiewu lub długi czas oczekiwania na wynik antybiogramu, w leczeniu różnych rodzajów infekcji często stosuje się antybiotyki o bardzo szerokim spektrum działania. Dużą ich część stanowią antybiotyki podawane doustnie. W efekcie flora bakteryjna przewodu pokarmowego jest wystawiona na działanie wysokich stężeń antybiotyków. W leczeniu zakażeń przewodu pokarmowego popularne są antybiotyki niewchłaniające się ze światła jelita (takie jak rifaksymina), ze względu na mocno ograniczone miejsce działania leku. Jednakże w efekcie stężenie leku może osiągać w przewodzie pokarmowym bardzo wysokie wartości. Na przykład stężenie rifaksyminy po trzech dniach terapii zalecanymi dawkami osiąga stężenie wynoszące niemal 8 tys. μg antybiotyku na gram kału .

W ostatnich latach prowadzone było bardzo wiele badań analizujących wpływ antybio­tykoterapii na kondycję mikrobiomu przewodu pokarmowego. Zauważono, że antybioty­koterapia, także z zastosowaniem leków o bardzo szerokim spektrum, nie doprowadza do całkowitego wyjałowienia przewodu pokarmowego . Jednakże struktura mikrobiomu zostaje w sposób bardzo znaczący zmieniona. Krótkoterminowe efekty stosowania anty­biotyków wiążą się z wzdęciami, bólami brzucha, biegunką poantybiotykową najczęściej wywołaną przez C. difficile. Zaobserwowano również zaburzenia metabolizmu, zmniejszone wchłanianie witamin oraz nadmierny rozrost flory drożdżowej .

Antybiotykoterapia zmniejsza całkowitą liczbę bakterii w przewodzie pokarmowym, znacząco zmienia jego skład oraz drastycznie ogranicza zróżnicowanie gatunkowe mikro­biomu przewodu pokarmowego . Zauważono, że szczególnie wrażliwe na antybiotyki są bakterie z typu Firmicutes, stanowiące podstawową grupę taksonomiczną fizjologicznej flory bakteryjnej. Antonopoulos et al.  wykazali, że udział tej grupy bakterii po podaniu antybiotyków zmniejszył się z 74% do jedynie 7,5%. Jednocześnie udział bakterii z typu Bacteroidetes zmniejszył się z 23,3% do 16,8. Równocześnie autorzy zauważyli bardzo gwałtowny wzrost udziału typu Proteobacteria (z 1,1% do 75,5%!). Jak wynika z obserwacji

różnych autorów, kilka tygodni po zakończeniu terapii antybiotykowej skład mikrobiomu przewodu pokarmowego zbliża się do stanu sprzed leczenia, jednakże obserwowane są też pewne zaburzenia flory jelitowej. Zmiany te mogą utrzymywać się jeszcze przez wiele tygodni lub nawet miesięcy. W toku długo trwających badań Jernberg i wsp. zaobserwowali istotne różnice w składzie mikrobiomu po okresie aż dwóch lat od podania antybiotyku. Sugeruje to, iż mimo odbudowania głównej struktury składu mikrobiomu, powrót do stanu sprzed leczenia antybiotykiem może być już niemożliwy.

U chorych leczonych antybiotykami zaobserwowano większą podatność na zakażenia wywoływane przez takie patogeny jak Salmonella enterica , Vibrio cholerae , Enterococcus faecalis , patogenne szczepy Escherichia coli , a przede wszystkim Clostridium difficile . Croswell i wsp. zaobserwowali dodatkowo, iż zmniejszona odpor­ność na zakażenia może występować jeszcze długo po tym jak skład mikroflory przewodu pokarmowego wróci do stanu sprzed leczenia antybiotykiem. Ukazuje to, jak głębokie zmiany, nie tylko w samym składzie gatunkowym mikrobiomu, ale również w skompliko­wanej sieci interakcji z organizmem gospodarza, może spowodować antybiotykoterapia.

Szczególną kwestią jest stosowanie antybiotyków u noworodków, u których pierwot­nie jałowy przewód pokarmowy dopiero zaczyna być kolonizowany i zaczyna się w nim tworzyć nowa sieć interakcji mikrobiom – gospodarz . Tanaka i wsp. wykazali znaczne różnice w kolonizacji przewodu pokarmowego u noworodków, którym podawano doustne antybiotyki. Co ciekawe podobne zmiany były obserwowane u noworodków, których matki miały przed porodem podawane antybiotyki. Różnice te utrzymywały się następnie przez wiele miesięcy po zakończeniu podawania leku. Wykazano także, że podawanie antybioty­ków w okresie neonatalnym może nieść za sobą ryzyko różnych chorób, w szczególności związanych z nieprawidłowym funkcjonowaniem układu immunologicznego .

Z tematem antybiotykoterapii ściśle wiąże się kwestia oporności na te leki. W trakcie ekspozycji na antybiotyk w przewodzie pokarmowym następuje gwałtowne zmniejszenie ilości bakterii wrażliwych na lek. Zwolnienie niszy ekologicznej powoduje z kolei wzrost ilości bakterii opornych na dany antybiotyk. Wzrost odsetka szczepów opornych wiąże się zarówno ze wzmożonym wzrostem bakterii opornych jak i rozprzestrzenianiem się mechanizmów warunkujących oporność. Zatrważający jest jednak fakt, iż obniżona wrażliwość na dany antybiotyk może być obserwowana wśród licznych przedstawicieli mikrobiota przewodu pokarmowego nawet dwa lata od zakończenia leczenia. Sjolund i wsp. wykryli oporny na makrolidy stabilnie utrzymujący się szczep z rodzaju Enterococcus oraz szczep Staphylococcus epidermidis po upływie odpowiednio 3 i 4 lat. Wydawało się, że obciążenie metaboliczne związane z opornością na antybiotyki i związany z nią słabszy wzrost takich bakterii przełoży się na ich eliminację, przy braku selekcyjnej presji. Powyższe fakty świadczą jednak o możliwościach długotrwałego utrzyma­nia w ekosystemie przewodu pokarmowego genów warunkujących oporność na antybiotyki, bez utrzymywania presji selekcyjnej. Dodatkowo, badanie wpływu terapii klindamycyną wykazało znaczny i trwały (utrzymujący się co najmniej 9 miesięcy) wzrost oporności także na inne leki takie jak ampicylina.

Ze względu na duże zagęszczenie oraz różnorodność mikroorganizmów posiadających liczne ruchome elementy genetyczne, w przewodzie pokarmowym panują idealne warunki

do wymiany materiału genetycznego między współbytującymi szczepami bakterii, a co za tym idzie do powstawania i horyzontalnego rozprzestrzeniania się różnorodnych mechani­zmów oporności . Wykazano, że presja antybiotykowa nie tylko może pro­wadzić do selekcji szczepów opornych, ale może także wpływać na zwiększenie częstości horyzontalnego transferu genów oporności . Występowanie w składzie mikroflory przewodu pokarmowego szczepów lekoopornych jest dodatkowo związane z faktem, iż wraz z pożywieniem dostarczane są do organizmu ciągle nowe drobnoustroje, które choć same zwykle nie pozostają w przewodzie pokarmowym, mogą być jednak źródłem nowych genów warunkujących coraz to nowe mechanizmy oporności na antybiotyki .

Przytoczone przykłady ukazują jak ważną rolę odgrywa mikrobiom przewodu po­karmowego w organizmie człowieka i jak istotne jest jak najdokładniejsze poznanie tych interakcji. Wiedza ta może również pomóc zapobiegać powstawaniu dysbioz tego układu lub pozwoli zabezpieczyć organizm człowieka przez niepożądanymi jej skutkami.

PIŚMIENNICTWO

1. Alakomi HL, Skytta E, Saarela M i inni. Lactic acid permeabilizes gram-negative bacteria by disrupting the outer membrane. Appl Environ Microbiol 2000; 66: 2001-5.
2. Andoh A, Imaeda H, Aomatsu T i inni. Comparison of the fecal microbiota profiles between ulcerative colitis and Crohn’s disease using terminal restriction fragment lengh polymorfism analysis. J Gastroenterol 2011; 46: 479-86.
3. Antonopoulos DA, Huse SM, Morrison HG i inni. Reproducible community dynamics of the gastrointestinal microbiota following antibiotis perturbation. Infect Immun 2009; 77: 2367-75.
4. Are A, Aronsson L, Wang S i inni. Enterococcus faecalis from newborn babies regulate endogenous PPARγ activity and IL-10 levels in colonic epithelial cells. Proc Natal Acad Sci USA 2008; 105: 1943-8.231
5. Banasaz M, Norin E, Holma R, Midtvedt T. Increased enterocyte production in gnotobiotic rats mono-associated with Lactobacillus rhamnosus GG. Appl Environ Microbiol 2002; 68: 3031-4.
6. Bien J, Palagani V, Bozko P. The intestinal microbiota dysbiosis and Clostridium difficile infec­tion: is there a relationship with inflammatory bowel disease? Therap Adv Gastroenterol 2013; 6: 53-68.
7. Blum S, Schiffrin EJ. Intestinal microflora and homeostasis of the mucosal immune response: implications for probiotic bacteria. Curr Issues Intest Microbiol 2003; 4: 53-60.
8. Brandl K, Plitas G, Schnabl B i inni. MyD88-mediated signals induce the bacterial lectin RegIIIγ and protect mice against intestinal Listeria monocytogenes infection. J Exp Med 2004; 204: 1891- 900.
9. Brisbin JT, Gong J, Sharif S. Interaction between commensal bacteria and the gut-associated immune system of the chicken. Anim Health Res Rev 2008; 9: 101-10.
10. Carroll IM, Threadgill DW, Threadgill DS. The gastrointestinal microbiome: a malleable, third genome of mammals. Mamm Genome 2009; 20: 395-403.
11. Corr SC, Gahan CG, Hill C. Impact of selected Lactobacillus and Bifidobacterium species on Listeria monocytogenes infection and the mucosal immune response. FEMS Immunol Med Microbiol 2007; 50: 380-8.
12. Croswell A, Amir E, Teggatz P i inni. Prolonged impact of antibiotics on intestinal microbial ecology and susceptibility to enteric Salmonella infection. Infect Immun 2009; 77: 2741-53.
13. Dethlefsen L, Eckburg PB, Bik EM, Relman DA. Assembly of the human intestinal microbiota. Trends Ecol Evol 2006; 21: 517-23.
14. Di Sebatino A, Morera R, Ciccocioppo R i inni. Oral butyrate for mildly to moderately active Crohn’s disease. Aliment Pharmacol Ther 2005; 22: 789-94.
15. Droste JH, Wieringa MH, Weyler JJ i inni. Does the use of antibiotics in early childchood increase the risk of ashma and allergic disease? Clin Exp Allergy 2000; 30: 1547-53.
16. Eckburg PB, Bik EM, Bernstein CN i inni. Diversity of the human intestinal microbial flora. Sci­ence 2005; 308: 1635-8.
17. Forsythe P, Sudo N, Dinan T i inni. Mood and gut feelings. Brain Behav Immun 2009; 24: 316- 23.
18. Frank DN, St Amand AL, Feldman RA i inni. Molecular-phylogenetic characterization of microbial community imbalances in human inflammatory bowel diseases. Proc Natl Acad Sci USA 2007; 104: 13780-5.
19. Gamage SD, Patton AK, Hanson JF, Weiss AA. Diversity and host range of Shiga toxin-encoding phage. Infect Immun 2004; 72: 7131-9.
20. Gantois I, Ducatelle R, Pasmans F i inni. Butyrate specifically down-regulates Salmonella pathogenicity island 1 gene expression. Appl Environ Microbiol 2006; 72: 946-9.
21. Gebbers JO, Laissue JA. Immunologic structures and functions of the gut. Schweiz Arch Tier­heilkd 1989; 131: 221-38.
22. Gill SR, Pop M, Deboy RT i inni. Metagenomic analysis of the human distal gut microbiome. Science 2006; 312: 1355-9.
23. Goodacre R. Metabolomics of a superorganism. J Nutr 2007; 137: 259-66.
24. Gordon HA, Bruckner-Kardoss E. Effect of normal microbial flora on intestinal surface area. Am J Physiol. 1961; 201: 175-8.
25. Gordon HA, Wostmann BS, Bruckner-Kardoss E. Effects of microbial flora on cardiac output and other elements of blood circulation. Proc Soc Exp Biol Med 1963; 114: 301-4.
26. Gustafsson BE, Einarsson K, Gustafsson J. Influence of cholesterol feeding on liver microsomal metabolism of steroids and bile acids in conventional and germ-free rats. J Biol Chem 1975; 250: 8496-502.
27. Hattori M, Taylor TD. The human intestinal microbiome: a new frontier of human biology. DNA Research 2009; 16: 1-12.232
28. Heczko U, Abe A, Finlay BB. Segmented filamentous bacteria prevent colonization of entero­pathogenic Escherichia coli O103 in rabbits. J Infect Dis. 2000; 181: 1027-33.
29. Hooper LV, Gordon JI. Commensal host bacterial relationships in the gut. Science 2001; 292: 1115-8.
30. Hughes DT, Terekhova DA, Liou L i inni. Chemical sensing in mammalian host-bacterial com­mensal associations. Proc Natl Acad Sci USA 2010; 107: 9831-6.
31. Husebye E, Hellstrom PM, Midtvedt T. Intestinal microflora stimulates myoelectric activity of rat small intestine by promoting cyclic initiation and aboral propagation of migrating myoelectric complex. Dig Dis Sci 1994; 39: 946-56.
32. Huurre A, Kalliomaki M, Rautava S i inni. Mode of delivery: effects on gut microbiota and hu­moral immunity. Neonatology 2008; 93: 236-40.
33. Ivanov II, Atarshi K, Manel N i inni. Introduction of intestinal Th17 cells by segmented filamen­tous bacteria. Cell 2009; 139: 485-98.
34. Ivanov II, Littman DR. Modulation of immune homeostasis by commensal bacteria. Curr Opin Microbiol 2011; 14: 106-14.
35. Jacobasch G, Schmiedl D, Kruschewski M, Schmehl K. Dietary resistant starch and chronic inflammatory bowel diseases. Int J Colerectal Dis 1999; 14: 201-11.
36. Jernberg C, Lofmark S, Edlund C, Jansson JK. Long-term ecological impact of antibiotic admin­istration on the human intestinal microbiota. ISME J 2007; 1: 56-66.
37. Jiang ZD, Ke S, Palazzini E i inni. In vitro activity and fecal concentration of rifaximin after oral administration. Antimicrob Agents Chemother 2000; 44: 2205-6.
38. Karami N, Martner A, Enne VI i inni. Transfer of an ampicillin resistance gene between two Escherichia coli strains in the bowel microbiota of an infant treated with antibiotics. J Antimicrob Chemother 2007; 60: 1142-5.
39. Kozyrskyj AL, Ernst P, Becker AB. Increased risk of childchood asthma from antibiotic use in early life. Chest 2007; 131: 1753-9.
40. Kullberg MC, Andersen JF, Gorelick PL i inni. Induction of colitis by a CD4+ T cell clone specif­fic for a bacterial epitope. Proc Natl Acad Sci USA 2003; 100: 15830-5.
41. Lester CH, Frimodt-Moller N, Sorensen TL i inni. In vivo transfer of the vanA resistance gene from an Enterococcus faecium isolate of animal origin to an E. faecium isolate of human origin in the intestines of human volunteers. Antimicrob Agents Chemother 2006; 50: 596-9.
42. Levy J. The effects of antibiotic use on gastrointestinal function. Am J Gastroenterol. 2000; 95: 8-10.
43. Liu CH, Lee SM, Vanlare JM i inni. Regulation of surface architecture by symbiotic bacteria mediates host colonization. Proc Natl Acad Sci USA 2008; 105: 3951-6.
44. Lofmark S, Jernberg C, Jansson JK, Edlund C. Clindamycin-induced enrichment and long-term persistence of resistant Bacteroides spp. and resistance genes. J Antimicrob Chemother 2006; 58: 1160-7.
45. Mandar R, Mikelsaar M. Transmission of mother’s microflora to the newborn at birth. Biol Neonate 1996; 69: 30-5.
46. Mangell P, Lennernas P, Wang M i inni. Adhesive capability of Lactobacillus plantarum 299v is important for preventing bacterial translocation in endotoxemic rats. APMIS 2006; 114: 611-8.
47. Merrell DS, Camilli A. The cadA gene of Vibrio cholerae is induce during infection and plays a role in acid tolerance. Mol Microbiol 1999; 34: 836-49.
48. Nyberg SD, Osterblad M, Hakanen AJ i inni. Long-term antimicrobial resistance in Escherichia coli from human intestinal microbiota after administration of clindamycin. Scand J Infect Dis 2007; 39: 514-20.
49. O’Hara AM, Shanahan F. The gut flora as a forgotten organ. EMBO 2006; Rep 7: 688-93.
50. Olszewska J, Jagusztyn-Krynicka EK. Human Microbiome Project – mikroflora jelit oraz jej wpływ na fizjologię i zdrowie człowieka. Post Mikrobiol 2012; 51: 243-56.233
51. Peterson J, Garges S, Giovanni M i inni. The NIH Human Microbiome Project. 2009; 19: 2317- 23.
52. Round JL, Lee SM, Li J, Tran G i inni. The Toll-like receptor 2 pathway establishes colonization by a commensal of the human microbiota. Science 2011; 332: 974-7.
53. Sartor RB. Microbial influences in inflammatory bowel diseases. Gastroenterology 2008; 134: 577-94.
54. Scheutz F, Møller Nielsen E, Frimodt-Møller J i inni. Characteristics of the enteroaggregative shiga toxin/verotoxin-producing Escherichia coli O104:H4 strain causing the outbreak of haemolytic uraemic syndrome in Germany, May to June 2011. Eurosurveillance 2011; 16: 16.
55. Scott KP. The role of conjugative transposons in spreading antibiotic resistance between bacteria that inhabit the gastrointestinal tract. Cell Mol Life Sci 2002; 59: 2071-82.
56. Sekirov I, Russell SL, Caetano L i inni. Gut microbiota in health and disease. Physiol Rev 2010; 90: 859-904.
57. Sekirov I, Tam NM, Jogova M i inni. Antibiotic-induced perturbations of the intestinal microbiota alter host susceptibility to enteric infection. Infect Immun 2008; 105: 18964-9.
58. Sela DA, Mills DA. The genome sequence of Bifidobacterium longum subsp. infantis reveals adaptations for milk utilization within the infant microbiome. Proc Natal Acad. Sci USA 2008; 105: 18964-9.
59. Sepehri S, Khafipour E, Bernstain CN i inni. Characterization of Escherichia coli isolated from gut biopsy of newly diagnosed patients with inflammatory bowel disease. Inflamm. Bowel Dis 2011; 17: 1451-63.
60. Shoemaker NB, Vlamakis H, Hayes K, Slayers AA. Evidence for extensive resistance gene trans­fer among Bacteroides spp. and among Bacteroides and other genera in the human colon. Appl Environ Microbiol 2001; 67: 561-8.
61. Sjolund M, Tano E, Blaser MJ i inni. Persistence of resistant Staphylococcus epidermidis after single course of clarithromycin. Emerg Infect Dis 2005; 11: 1389-93.
62. Sjolund M, Wreiber K, Andersson DI i inni. Long-term persistence of resistant Enterococcus species after antibiotics to eradicate Helicobacter pylori. Ann Intern Med 2003; 139: 483-7.
63. Slayers AA, Gupta A, Wang Y. Human intestinal bacteria as reservoirs for antibiotic resistance genes. Trends Microbiol 2004; 12: 412-16.
64. Sudo N, Chida Y, Aiba Y i inni. Postnatal microbial colonization programs the hypothalamic-putuitary-adrenal system for stress response in mice. J Physiol 2004; 558: 263-75.
65. Sullivan A, Edlund C, Nord CE. Effect of antimicrobial agents on the ecological balance of human microflora. Lancet Infect Dis 2001; 1: 101-14.
66. Swidsinski A, Loening-Baucke V, Lochs H, Hale LP. Spatial organization of bacteria flora in normal and inflamed intestine: a fluorescence in situ hybridization study in mice. World J Gastroenterol 2005; 11: 1131-1140.
67. Tanaka S, Kobayashi T, Songjinda P i inni. Influence of antibiotic exposure in the early postnatal period on the developement of intestinal microbiota. FEMS Immunol Med Microbiol 2009; 56: 80-7.
68. Turnbaugh PJ, Hamady M, Yatsunenko T i inni. A core gut microbiome in obese and lean twins. Nature 2009; 457: 480-4.
69. Turnbaugh PJ, Ley RE, Hamady M i inni. The human microbiome project. Nature 2007; 449: 804-10.
70. Wells CL, Jechorek RP, Erlandsen SL. Evidence for the translocation of Enterococcus faecalis across the mouse intestinal tract. J Incect Dis 1990; 162: 82-90.
71. Wells CL, Maddaus MA, Raynolds CM i inni. Role of anaerobic flora in the translocation of aerobic and facultatively anaerobic intestinal bacteria. Infect Immun 1987; 55: 2689-94.
72. Wołkowicz A, Hozyasz KK. Rola szczepy Lactobacillus plantarum 299v w zapobieganiu i leczeniu zaburzeń układu pokarmowego. Pediatria Polska 2013: 347-352.234
73. Xu J, Gordon JI. Inaugural article: honor thy symbionts. Proc Natl Acad Sci USA 2003; 100: 10452-9.
74. Zoetendal EG, Vaughan EE, de Vos WM. A microbial world within us. Mol Microbiol 2006; 59: 1639-50.